Immunologische Laboruntersuchung bei Tumorpatienten

Der Erfolg einer „immunstimulierenden“ Therapie bei Patienten mit Tumorerkrankungen hängt im Wesentlichen von folgenden Punkten ab:

• Die Immunstimulation muss indiziert sein, das heißt, es muss nachgewiesen sein, dass die funktionellen Immunparameter tatsächlich erniedrigt sind. Die Stimulation eines funktionell intakten Immunsystems ist nur in Ausnahmefällen hilfreich. Die aktuelle Immunkompetenz kann nur über funktionelle Untersuchungen (LTT-Immunfunktion, NK-Zell-Zytotoxizitätstest) erfolgen und auch nur damit ist der Erfolg im Nachhinein kontrollierbar.
• Es muss ausgeschlossen sein, dass nicht eine schon vorher bestehende Immunaktivierung Ursache einer reduzierten Lymphozyten- oder NK-Zellfunktion ist. Im zellulären Immunprofil sollten daher die HLADR+ T-Zellen nicht wesentlich erhöht und die CD4/CD8-Ratio nicht kleiner als 0,8 sein.
• Es muss nachgewiesen sein, dass der Patient über ausreichend stimulierbare Immunzellen (v.a. CD4+ Helferzellen) verfügt. Als Grenze werden 250 CD4+ Zellen/µl angegeben. Anderenfalls ist eine immunrestaurative Therapie den immunstimulierenden Maßnahmen vorzuziehen (Spurenelemente, Vitamine, Thymus).

Unter immunstimulierender Therapie (z. B. mit Mistel-, Organ- oder Mikroorganismen-haltigen Präparaten) können folgende Laborparameter zur Verlaufsbeurteilung und Prognoseabschätzung herangezogen werden, die spezifische Fragen beantworten:

•  Ist eine TH1-Polarisation erreicht worden?
  Die Analyse erfolgt im TH1/TH2-Profil mit Messung von Interferon-γ (IFN-γ = TH1) und Interleukin-4 (IL-4 = TH2) nach Stimulation einer Vollblutprobe des Patienten. Basale T-zelluläre Zytokinspiegel (im Blut) sind nicht aussagekräftig, da sie selbst bei schweren Dysbalancen in zu geringen Mengen ins Blut abgegeben werden. Ziel einer immunstimulierenden Therapie ist immer eine TH1-Polarisation (d. h. IFN-γ ↑, IL-4 ↓). Die IFN-γ-produzierenden TH1-Zellen sind die wichtigsten Effektorzellen, die zur Elimination „entarteter“ Zellen beitragen. 

• Bleibt der Anteil immunsuppressiver regulatorischer T-Zellen (Treg) niedrig?
  Die regulatorischen T-Zellen (Treg) sind eine wichtige Untergruppe der CD4-Zellen (normal ca. 4-10 %). Sie nehmen eine zentrale Rolle bei der Aufrechterhaltung der Immuntoleranz ein, die bei Tumorerkrankungen kontraproduktiv ist. Regulatorische T-Zellen hemmen die Effektorfunktionen von zytotoxischen T-Zellen, NK-Zellen und anderen Immunzellen gegen Tumorantigene und unterstützen somit das Tumorwachstum. Es konnte eine direkte Korrelation zwischen der Anzahl der Treg-Zellen und dem Status des Tumors nachgewiesen werden. Fortgeschrittene Tumorstadien zeigten dabei eine zunehmende Infiltration des Gewebes mit Tregs. Zudem konnte ein inverser Zusammenhang zwischen der Anzahl der Tregs im Tumorgewebe und der Überlebensrate aufgezeigt werden.
  
  Treg-Zellen eignen sich sehr gut als Verlaufsmarker bei immunmodulierenden Therapien. Prognostisch günstig ist, wenn sie nicht ansteigen. Labordiagnostisch werden regulatorische T-Zellen zytofluorometrisch anhand der Markerkonstellation CD4+ CD25++CD127low identifiziert.
  
  Additiv zu diesem Nachweis wird auf Treg-Zellen das Oberflächenmolekül CD39 nachgewiesen. CD39 ist ein membranständiges Protein (Ektoenzym), welches die Umwandlung von ATP bzw. ADP in AMP bewirkt. Das AMP wird extrazellulär in Adenosin umgewandelt, welches immunsuppressiv wirkt. Der Nachweis der CD39+ Treg-Fraktion kann somit einen Hinweis über die aktuelle immunsuppressorische Kapazität der Treg-Zellen geben. 

• Steigen die CD8-Zellen mit zytotoxischer Effektorkapazität an?
  Der häufig auch heute noch falsch verwendete Begriff CD8- Suppressorzellen für die gesamte CD8-Population ist überholt. Der „CD28-Status“ differenziert die CD8-Lymphozyten in Zellen mit zytotoxischen Eigenschaften und solche, die tatsächlich eine suppressorische (immunsuppressive) Funktion innehaben. Es ist verständlich, dass eine immunstimulierende Therapie zum Ziel hat, den Anteil an zytotoxischen, d.h. CD28-positiven CD8-Zellen zu erhöhen.
   
• Wie ist die Thymus-Restfunktion des Patienten?
  Der Oberflächenmarker CD31 charakterisiert eine Subpopulation der naiven CD4-Helferzellen, die erst kürzlich den Thymus verlassen haben. Man spricht von „recent thymic emigrants – RTE-Zellen“. Der Anteil der CD31+ naiven CD4- Zellen im Blut ist somit ein Maß für die verbliebene ThymusRestfunktion. Eine verminderte Thymusfunktion äußert sich in einer reduzierten „Nachschubfähigkeit“ an jungfräulichen T-Lymphozyten vor allem dann, wenn z. B. durch Infektionen oder nach Chemo- oder Strahlentherapie ein verstärkter „Verbrauch“ stattfindet. Die Untersuchung ist somit sinnvoll vor immunologisch belastenden Therapien zur Abschätzung der Regenerationsfähigkeit und evtl. Planung früher Intervention (Immunrestaurations-Marker).

Die genannten Parameter sind neben den bekannten Standardanalysen wie CD4-, CD8-, NK- und B-Zellen sowie aktivierten T-Zellen im quantitativen Immunprofil „Immunkompetenz Tumor“ enthalten.

Vor immunstimulierender Therapie

1.  LTT-Immunfunktion + NK-Zellzytotoxizitätstest (zur Indikationsstellung und als Ausgangsbasis)
2. Quantitatives Immunprofil „Immunkompetenz Tumor“
3. TH1/TH2-Profil (als Ausgangswert)

Die Wiederholung der Analysen 6-8 Wochen nach Beginn der Immunstimulation beantwortet folgende Fragen:

1.  Hat sich die Funktion der T-Lymphozyten und der NK-Zellen verbessert?
2. Zeigen sich Verschiebungen bei den zellulären Markern, die für eine nachhaltige Verbesserung der immunologischen Situation sprechen (v.a. Treg-Zellen und Anteil an CD39+ Treg-Zellen, CD28+ zytotoxische T-Zellen)
3. Konnte eine TH1-Polarisation erreicht werden (IFN-γ- Anstieg und/oder IL-4-Abfall?)

Anschließend sind in Abhängigkeit von der klinischen Situation Kontrollen im Abstand von 4-8 Monaten zu empfehlen, wobei man sich auf die im Ausgangsbefund pathologischen Befunde beschränken kann. 

Abb. 3 Der LTT-Immunfunktion erlaubt die Analyse der Funktion von Lymphozyten sowie indirekt auch der Monozyten und Dentritischen Zellen. Der Test beruht auf dem Prinzip der Lymphozytenstimulation durch Gedächtnisantigene (Recallantigene), gegen die bei intakter zellulärer Immunkompetenz eine starke Immunreaktivität bestehen sollte. Im Testansatz werden diese Antigene durch Monozyten und dendritische Zellen aufbereitet und den T-Helferlymphozyten präsentiert. Diese werden in Korrelation zur aktuellen Immunfunktion aktiviert und zur Zellteilung angeregt. Die dabei obligate DNS-Synthese wird quantitativ erfasst. 

Abb. 5  Die Differenzierung der Immunzellen erfolgt anhand der Bindung fluoreszenzmarkierter monoklonaler zellspezifischer Antikörper und anschließender durchflusszytometrischer Analyse. Die graphische Darstellung dient lediglich der besseren Erkennung von abweichenden Verteilungen.

LTT-Immunfunktion: 20 ml Heparinblut + 5 ml Vollblut (Serum)

NK-Zell-Zytotoxizitätstest: 10 ml Heparinblut

Quantitatives Immunprofil „Immunkompetenz Tumor“: 2 ml EDTA-Blut

TH1/TH2-Profil: 5 ml Heparinblut

Eine Abrechnung für die LTT-Immunfunktion und das Quantitative Immunprofil „Immunkompetenz Tumor“ ist bei gegebener Indikation im kassen- und privatärztlichen Bereich gegeben.

Eine Abrechnung für den NK-Zell-Zytotoxizitätstest und das TH1/TH2-Profil ist nur im privatärztlichen Bereich (GOÄ) gegeben. Für Selbstzahler (IGeL) bitte die Preise bei unserem Serviceteam erfragen.

Zu diesem Thema steht Ihnen in unserem Videoarchiv ein Übersichtsvortrag zur Verfügung. Der Zugang ist ohne Anmeldung und kostenfrei möglich.

     www.inflammatio.de

• AM Gallimore et al. Positive and negative influences of regulatory cells on tumour immunity. Oncogene 2008; 27:5586-93
• Kohler S, Thiel A. Life after the thymus - CD31+ and CD31- human naive CD4+ T-cell subsets. Blood. 2008; 26
• Vrisekoop N, van Gent R, de Boer AB, Otto SA, Borleffs JC, Steingrover R, Prins JM, Kuijpers TW, Wolfs TF, Geelen SP, Vulto I, Lansdorp P, Tesselaar K, Borghans JA, Miedema F.: Restoration of the CD4 T cell compartment after long-term highly active antiretroviral therapy without phenotypical signs of accelerated immunological aging. J Immunol. 2008; 15;181:1573-81
• Kilpatrick RD, Rickabaugh T, Hultin LE, Hultin P, Hausner MA, Detels R, Phair J, Jamieson BD. Homeostasis of the naive CD4+ T cell compartment during aging. J Immunol. 2008 1;180:1499-507.
• Sun X, Wu Y, Gao W, Enjyoji K, Csizmadia E, Müller CE, Murakami T, Robson SC.CD39/ENTPD1 expression by CD4+Foxp3+ regulatory T cells promotes hepatic metastatic tumor growth in mice.